Влияние биогенных полиаминов на аккумуляцию рифампицина в клетках Escherichia coli

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Роль биогенных полиаминов в регуляции проницаемости клеточной оболочки бактерий для антибиотиков, транспортируемых через пориновые каналы, хорошо известна. Возможность их влияния на транспорт антибиотиков, проникающих в бактериальную клетку непориновым путем, например, рифампицина, остается неизученной. В данной работе исследовано влияние внутриклеточного содержания путресцина, спермидина и кадаверина на эффективность аккумуляции рифампицина, чувствительность к нему бактерий, степень гидрофобности клеточной поверхности, а также влияние полиаминов на экспрессию marRAB-оперона. Ни один из трех исследованных полиаминов не оказывал влияния на скорость транспорта рифампицина в клетку на первых этапах процесса (2 мин). При более длительной экспозиции (60 мин) проявлялся защитный эффект кадаверина, присутствие которого в клетке обеспечивало снижение аккумуляции рифампицина. Кадаверин оказывал непосредственное влияние на гидрофобность клеток Escherichia coli: его отсутствие повышало гидрофобность клеточной поверхности. Наблюдалась прямая зависимость между степенью гидрофобности клеточной поверхности и эффективностью аккумуляции рифампицина. Полиамины сами по себе не влияли на уровень экспрессии marRAB-оперона, но модулировали его экспрессию, индуцированную добавкой салицилата. Путресцин не оказывал влияния, спермидин снижал, а кадаверин повышал уровень экспрессии. В целом, биосинтез полиаминов играет роль в адаптации бактерий к воздействию рифампицина, поскольку штаммы, неспособные синтезировать кадаверин или путресцин и спермидин, были более чувствительны по сравнению со штаммами дикого типа. Особую роль в защите от действия рифампицина играет кадаверин, отсутствие которого в клетках повышает их чувствительность к антибиотику.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. В. Ахова

ПФИЦ УрО РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: akhovan@mail.ru

Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН

Россия, 614081, Пермь

Л. Ю. Нестерова

ПФИЦ УрО РАН

Email: akhovan@mail.ru

Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН

Россия, 614081, Пермь

А. Г. Ткаченко

ПФИЦ УрО РАН

Email: akhovan@mail.ru

Институт экологии и генетики микроорганизмов УрО РАН

Россия, 614081, Пермь

Список литературы

  1. Методические указания по определению чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам: Методические указания. – М.: Федеральный центр госсанэпиднадзора Минздрава России, 2004. (Performance standards for antimicrobial susceptibility testing; twenty-fourth informational supplement. CLSI document M100-S24. Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute, 2014.)
  2. Akhova A., Nesterova L., Shumkov M., Tkachenko A. Cadaverine biosynthesis contributes to decreased Escherichia coli susceptibility to antibiotics // Res. Microbiol. 2021. V. 172. Art. 103881. https://doi.org/10.1016/j.resmic.2021.103881
  3. Akhova A., Tkachenko A. Multifaceted role of polyamines in bacterial adaptation to antibiotic-mediated oxidative stress // Korean J. Microbiol. 2020. V. 56. P. 103–110. https://doi.org/10.7845/kjm.2020.0013
  4. Alekshun M. N., Levy S. B., Mealy T. R., Seaton B. A., Head J. F. The crystal structure of MarR, a regulator of multiple antibiotic resistance, at 2.3 Å resolution // Nat. Struct. Biol. 2001. V. 8. P. 710–714. https://doi.org/10.1038/90429
  5. delaVega A.L., Delcour A. H. Cadaverine induces closing of E. coli porins // EMBO J. 1995. V. 14. № 23. P. 6058–6065. https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1995.tb00294.x
  6. Delcour A. H. Outer membrane permeability and antibiotic resistanc // Biochim. Biophys. Acta. 2009. V. 1794. P. 808–816. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2008.11.005
  7. Grossowicz N., Ariel M. Mechanism of protection of cells by spermine against lysozyme-induced lysis // J. Bacteriol. 1963. V. 85. P. 293–300. https://doi.org/10.1128/jb.85.2.293-300.1963
  8. Hancock R. E., Farmer S. W., Li Z. S., Poole K. Interaction of aminoglycosides with the outer membranes and purified lipopolysaccharide and OmpF porin of Escherichia coli // Antimicrob. Agents Chemother. 1991. V. 35. P. 1309–1314. https://doi.org/10.1128/AAC.35.7.1309
  9. Harmon D. E., Ruiz C. The multidrug efflux regulator AcrR of Escherichia coli responds to exogenous and endogenous ligands to regulate efflux and detoxification // mSphere. 2022. V. 7. Art. e0047422. https://doi.org/10.1128/msphere.00474-22
  10. Kojima S., Kaneko J., Abe N., Takatsuka Y., Kamio Y. Cadaverine covalently linked to the peptidoglycan serves as the correct constituent for the anchoring mechanism between the outer membrane and peptidoglycan in Selenomonas ruminantium // J. Bacteriol. 2011. V. 193. P. 2347–2350. https://doi.org/10.1128/JB.00106-11
  11. Leus I. V., Adamiak J., Chandar B., Bonifay V., Zhao S., Walker S. S., Squadroni B., Balibar C. J., Kinarivala N., Standke L. C., Voss H. U., Tan D. S., Rybenkov V. V., Zgurskaya H. I. Functional diversity of Gram-negative permeability barriers reflected in antibacterial activities and intracellular accumulation of antibiotics // Antimicrob. Agents Chemother. 2023. V. 67. Art. e0137722. https://doi.org/10.1128/aac.01377-22
  12. Li X. Z., Plésiat P., Nikaido H. The challenge of efflux-mediated antibiotic resistance in Gram-negative bacteria // Clin. Microbiol. Rev. 2015. V. 28. P. 337–418. https://doi.org/10.1128/CMR.00117-14
  13. Maher C., Hassan K. A. The Gram-negative permeability barrier: tipping the balance of the in and the out // mBio. 2023. V. 14. Art. e0120523. https://doi.org/10.1128/mbio.01205-23
  14. McNeil M.B., Dennison D., Parish T. Mutations in MmpL3 alter membrane potential, hydrophobicity and antibiotic susceptibility in Mycobacterium smegmatis // Microbiology (Reading). 2017. V. 163. P. 1065–1070. https://doi.org/10.1099/mic.0.000498
  15. Miller J. H. Experiments in molecular genetics. Cold Spring Harbor, NY: Cold Spring Harbor Laboratory, 1992. 466 p.
  16. Nesterova L. Y., Tsyganov I. V., Tkachenko A. G. Biogenic polyamines influence the antibiotic susceptibility and cell-surface properties of Mycobacterium smegmatis // Appl. Biochem. Microb. 2020. V. 56. P. 387–394. https://doi.org/10.1134/S0003683820040110
  17. Nikaido H. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability revisited // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2003. V. 67. P. 593–656. https://doi.org/10.1128/MMBR.67.4.593-656.2003
  18. Nobre T. M., Martynowycz M. W., Andreev K., Kuzmenko I., Nikaido H., Gidalevitz D. Modification of Salmonella lipopolysaccharides prevents the outer membrane penetration of novobiocin // Biophys. J. 2015. V. 109. P. 2537–2545. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2015.10.013
  19. Peloquin C. A., Davies G. R. The treatment of tuberculosis // Clin. Pharmacol. Ther. 2021. V. 110. P. 1455–1466. https://doi.org/10.1002/cpt.2261
  20. Randall L. P., Woodward M. J. The multiple antibiotic resistance (mar) locus and its significance // Res. Vet. Sci. 2002. V. 72. P. 87–93. https://doi.org/10.1053/rvsc.2001.0537
  21. Rosenberg M. Microbial adhesion to hydrocarbons: twenty-five years of doing MATH // FEMS Microbiol. Lett. 2006. V. 262. P. 129–134. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.2006.00291.x
  22. Samartzidou H., Delcour A. H. Excretion of endogenous cadaverine leads to a decrease in porin-mediated outer membrane permeability // J. Bacteriol. 1999. V. 181. P. 791–798. https://doi.org/10.1128/JB.181.3.791-798.1999
  23. Tkachenko A. G., Akhova A. V., Shumkov M. S., Nesterova L. Y. Polyamines reduce oxidative stress in Escherichia coli cells exposed to bactericidal antibiotics // Res. Microbiol. 2012. V. 163. P. 83–91. https://doi.org/10.1016/j.resmic.2011.10.009
  24. Tkachenko A. G., Pozhidaeva O. N., Shumkov M. S. Role of polyamines in formation of multiple antibiotic resistance of Escherichia coli under stress conditions // Biochemistry (Moscow). 2006. V. 71. P. 1042–1049. https://doi.org/10.1134/s0006297906090148
  25. Williams K. J., Piddock L. J. Accumulation of rifampicin by Escherichia coli and Staphylococcus aureus // J. Antimicrob. Chemother. 1998. V. 42. P. 597–603. https://doi.org/10.1093/jac/42.5.597
  26. World Health Organisation. Global antimicrobial resistance and use surveillance system (GLASS) report 2022. World Health Organisation, Geneva, 2022. 72 p.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Влияние кадаверина на накопление рифампицина в клетках E. coli. 1 – культура полиамин-профицитного штамма BW25141 без добавок; 2 – культура полиамин-профицитного штамма BW25141, выращенного в среде с добавкой 100 мкМ кадаверина; 3 – культура полиамин-дефицитного штамма BW25141ΔldcCΔcadA без добавок; 4 – культура полиамин-дефицитного штамма BW25141ΔldcCΔcadA, выращенного в среде с добавкой 100 мкМ кадаверина. Светлые столбцы – 2 мин экспозиции с рифампицином, темные столбцы – 60 мин экспозиции с рифампицином. *Статистически значимое отличие от полиамин-профицитного штамма, выращенного без добавки кадаверина; **Статистически значимое отличие от полиамин-дефицитного штамма, выращенного без добавки кадаверина (Т-тест, n ≥ 3, p ≤ 0.05).

Скачать (108KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Влияние путресцина и спермидина на накопление рифампицина в клетках E. coli. 1 – культура полиамин-профицитного штамма GGB2600 без добавок; 2 – культура полиамин-профицитного штамма GGB2600, выращенного в среде с добавкой 100 мкМ путресцина; 3 – культура полиамин-профицитного штамма GGB2600, выращенного в среде с добавкой 100 мкМ спермидина; 4 – культура полиамин-дефицитного штамма SL60 без добавок; 5 – культура полиамин-дефицитного штамма SL60, выращенного в среде с добавкой 100 мкМ путресцина; 6 – культура полиамин-дефицитного штамма SL60, выращенного в среде с добавкой 100 мкМ спермидина. Светлые столбцы – 2 мин экспозиции с рифампицином, темные столбцы – 60 мин экспозиции с рифампицином. Статистически значимые отличия средних отсутствуют (Т-тест, n ≥ 3, p ≤ 0.05).

Скачать (65KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Влияние кадаверина (а), путресцина (б) или спермидина (в) на гидрофобность клеток E. coli. 1 – культура полиамин-профицитного штамма без добавок; 2 – культура полиамин-профицитного штамма, выращенного в среде с добавкой 100 мкМ полиамина; 3 – культура полиамин-дефицитного штамма без добавок; 4 – культура полиамин-дефицитного штамма, выращенного в среде с добавкой 100 мкМ полиамина; а – штаммы BW25141 (1, 2)/BW25141ΔldcCΔcadA (3, 4); б, в – штаммы GGB2600 (1, 2)/SL60 (3, 4). *Статистически значимое отличие от полиамин-профицитного штамма, выращенного без добавки полиамина; **Статистически значимое отличие от полиамин-дефицитного штамма, выращенного без добавки полиамина (Т-тест, n ≥ 3, p ≤ 0.05).

Скачать (88KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Влияние полиаминов на экспрессию marRAB-оперона в клетках E. coli M2073. 1 – культура без добавок (темные круги); 2 – культура, выращенная в среде с добавкой 5 мМ салицилата (светлые круги); 3 – культура, выращенная в среде с добавкой 5 мМ салицилата и 1 мМ путресцина (светлые квадраты); 4 – культура, выращенная в среде с добавкой 5 мМ салицилата и 1 мМ спермидина (светлые ромбы); 5 – культура, выращенная в среде с добавкой 5 мМ салицилата и 1 мМ кадаверина (светлые треугольники). *Статистически значимое отличие от культуры, выращенной с добавкой салицилата (2) (Т-тест, n ≥ 3, p ≤ 0.05).

Скачать (88KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025