MicrobiologyMicrobiologyМикробиология0026-36563034-5464The Russian Academy of Sciences69875910.7868/S3034546425060142EXPERIMENTAL ARTICLESЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИResearch ArticleAntifungal Activity of Shell Nanoparticles of Chitosan AsparaginateАНТИФУНГАЛЬНАЯ АКТИВНОСТЬ ОБОЛОЧЕЧНЫХ НАНОЧАСТИЦ АСПАРАГИНАТА ХИТОЗАНАTkachenkoO. V.ТкаченкоО. В.email@example.comPozdnyakovaN. N.ПоздняковаН. Н.email@example.comKostinaE. E.КостинаЕ. Е.email@example.comShcherbakovaE. V.ЩербаковаЕ. В.email@example.comShipenokK. M.ШипенокК. М.email@example.comShipovskayaA. B.ШиповскаяА. Б.shipovskayad@yandex.ruSaratov state university of genetics, biotechnology and engineering named after N.I. VavilovСаратовский государственный университет генетики, биотехнологии и инженерии им. Н.И. ВавиловаSaratov national research state university named after N.G. ChernyshevskyСаратовский национальный исследовательский государственный университет им. Н.Г. ЧернышевскогоInstitute of biochemistry and physiology of plants and microorganisms – FRC SRC RASИнститут биохимии и физиологии растений и микроорганизмов – ФНЦ СНЦ РАН16122025946VOL 94, NO6 (2025)ТОМ 94, №6 (2025)66467516122025Copyright ©; 2025, Russian Academy of SciencesCopyright ©; 2025, Российская академия наук2025Russian Academy of SciencesРоссийская академия наукhttps://snv63.ru/0026-3656/article/view/698759

The antifungal effect of shell nanoparticles of chitosan aspartate obtained by in situ self-assembly of protonated macrochains was studied against 9 species of assomycetes and 2 species of basidiomycetes of various physiological and ecological groups and during artificial infection of soft wheat seedlings with the pathogenic fungus Rhizoconia sp. in vitro culture. It was found that the biopreparation has antifungal activity against a wide range of soil-dwelling saprotrophic and phytopathogenic fungi, increasing with increasing concentration of the preparation in the range of 0.001–0.1 g/dl. Suppression of mycelial growth under the influence of nanoparticles was noted for the fungi Trichoderma harzianum (up to 81.3%), Fusarium oxysporum (39.1%), Schizophyllum commune (37.9%), Lecanicillum aphanocladii (30.4%), Alternaria sp. (33.0%), Botrytis sp. (30.0%), Trichoderma viride (25.3%), Sclerotinia cf. sclerotiorum (18.0%), Rhizocionia sp. (15.0%), Talaromyces sayulltensis (7.0%) and Pleurotus ostreatus var. Florida (6.1%). At the same time, a stimulating effect of a low concentration of nanoparticles on the growth of the assomycete T. sayulltensis (20%) isolated from the rhizosphere was found. Rhizocionia sp. in vitro culture in comparison with other phytopathogens demonstrated higher resistance to the biopreparation, however, seed treatment with nanoparticle dispersion followed by cultivation on an artificial infectious background in the presence of fungal spores reduced the degree of damage and the level of development of the plant disease to 33%. Possible mechanisms of the antifungal action of chitosan nanoparticles are discussed. The obtained data allow us to propose preparations based on the dispersion of chitosan aspartate nanoparticles as a safe biodegradable antifungal drug in the practice of plant protection from phytopathogenic fungi.

Исследовано антифунгальное действие оболочечных наночастиц аспарагината хитозана, полученных самосборкой in situ протонированных макроцепей, в отношении 9 видов аскомицетов и 2 видов базидиомицетов различных физиолого-экологических групп и при искусственном заражении проростков пшеницы мягкой патогенным грибом Rhizoctonia sp. в культуре in vitro. Установлено, что биопрепарат обладает антифунгальной активностью против широкого круга почвообитающих сапротрофных и фитопатогенных грибов, возрастающей с увеличением концентрации препарата в диапазоне 0.001–0.1 г/дл. Подавление роста мицелия под влиянием наночастиц отмечено для грибов Trichoderma harzianum (до 81.3%), Fusarium oxysporum (39.1%), Schizophyllum commune (37.9%), Lecanicillum aphanocladii (30.4%), Alternaria sp. (33.0%), Botrytis sp. (30.0%), Trichoderma viride (25.3%), Sclerotinia cf. Sclerotiorum (18.0%), Rhizoctonia sp. (15.0%), Talaromyces sayulltensis (7.0%) и Pleurotus ostreatus var. Florida (6.1%). Вместе с тем обнаружено стимулирующее влияние на рост выделенного из ризосферы аскомицета T. sayulltensis (20%) низкой концентрации наночастиц. Rhizoctonia sp. в культуре in vitro в сравнении другими фитопатогенами демонстрировал более высокую устойчивость к биопрепарату, однако обработка семян дисперсией наночастиц с последующим выращиванием на искусственном инфекционном фоне в присутствии спор гриба снижала степень поражения и уровень развития болезни растения до 33%. Обсуждаются возможные механизмы антифунгального действия наночастиц хитозана. Полученные данные позволяют предложить препараты на основе дисперсии наночастиц аспарагината хитозана в качестве безопасного биоразлагаемого антифунгального препарата в практике защиты растений от фитопатогенных грибов.

chitosan aspartatenanoparticlesassomycetesbasidiomycetesantifungal activityаспарагинат хитозанананочастицыаскомицетыбазидиомицетыантифунгальная активностьThe research was funded by a grant № 24-16-00172 of the Russian Science Foundation (https://rscf.ru/project/24-16-00172/).Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда, проект № 24-16-00172, https://rscf.ru/project/24-16-00172/.Актуганов Г.Э., Сафина В.Р., Галимзянова Н.Ф., Кузьмина Л.Ю., Гильванова Е.А., Бойко Т.Ф., Мелентьев А.И. Устойчивость к хитозану бактерий и микромицетов, различающихся по способности к продукции внеклеточных хитиназ и хитозаназ // Микробиология. 2018. Т. 87. С. 599–609.Aktuganov G.E., Safina V.R., Galimzianova N.F., Kuz’mina L.Y., Gilvanova E.A., Boyko T.F., Melent’ev A.I. Chitosan resistance of bacteria and micromycetes differing in ability to produce extracellular chitinases and chitosanases // Microbiology (Moscow). 2018. V. 87. P. 716‒724.Варламов В.П., Ильина А.В., Шагдарова Б.Ц., Луньков А.П., Мысякина И.С. Хитин/хитозан и его производные: фундаментальные и прикладные аспекты // Успехи биол. химии. 2020. Т. 60. С. 317–368.Varlamov V.P., Il’ina A.V., Shagdarova B.Ts., Lunkov A.P., Mysyakina I.S. Chitin/chitosan and its derivatives: fundamental problems and practical approaches // Biochemistry (Moscow). 2020. V. 85. Suppl. 1. P. S154‒S176. https://doi.org/10.1134/S0006297920140084Варламов В.П., Мысякина И.С. Хитозан в биологии, микробиологии, медицине и сельском хозяйстве // Микробиология. 2018. Т. 87. С. 595–598.Varlamov V.P., Mysyakina I.S. Chitosan in biology, microbiology, medicine, and agriculture // Microbiology (Moscow). 2018. V. 87. P. 712‒715.ГОСТ 12044-93 “Межгосударственный стандарт на семена сельскохозяйственных культур. Методы определения зараженности болезнями”. М: Стандартинформ, 2011. 57 с.Децына А.А., Хатнянский В.И., Илларионова И.В., Арасланова Н.М., Саукова С.Л., Ивебор М.В. Мониторинг болезней на сортах подсолнечника селекции ВНИИМК // Масличные культуры. 2021. № 1 (185). С. 67–72.Ильина А.В., Шагдарова Б.Ц., Луньков А.П., Куликов С.Н., Варламов В.П. Исследование антимикотической активности in vitro металлокомплексов кватернизированного производного хитозана с ионами меди // Микробиология. 2017. Т. 86. С. 586–592.Il’ina A.V., Shagdarova B.T., Lun’kov A.P., Varlamov V.P., Kulikov S.N. In vitro antifungal activity of metal complexes of a quaternized chitosan derivative with copper ions // Microbiology (Moscow). 2017. V. 86. P. 590‒595.Пирниязов К.К., Асракулова Д.И., Рашидова С.Ш. Синтез и противомикробные свойства наноаскорбата хитозана Bombyx mori // Вестн. МГУ. Сер. 2: Химия. 2024. Т. 65. С. 424–430.Позднякова Н.Н., Дубровская Е.В., Гринев В.С., Турковская О.В. Перспективы использования ксилотрофных грибов Pleurotus ostreatus Florida и Schizophyllum commune для микоремедиации почв, загрязненных нефтяными углеводородами и поверхностно-активными веществами // Биотехнология. 2021. Т. 37. № 5. С. 108–116.Ткаченко О.В., Каргаполова К.Ю., Денисова А.Ю., Шипенок К.М., Шиповская А.Б. Биопрепарат для стимуляции роста, развития растений и ингибирования фитопатогенов // Патент РФ. 2025. № 2841251.Шипенок К.М., Луговицкая Т.Н., Шиповская А.Б. Процессы структурообразования при получении наночастиц Lи D-аспарагината хитозана // Журн. физ. химии. 2024. Т. 98. № 8. С. 133–141.Шиповская А.Б., Луговицкая Т.Н., Зудина И.В. Биоцидная активность наночастиц аспарагината хитозана // Микробиология. 2023. Т. 92. С. 68–76.Shipovskaya A.B., Lugovitskaya T.N., Zudina I.V. Biocidal activity of chitosan aspartate nanoparticles // Microbiology (Moscow). 2023. V. 92. P. 75‒82. https://doi.org/10.1134/S0026261722602378Akther T., Hemalatha S. Mycosilver nanoparticles: synthesis, characterization and its efficacy against plant pathogenic fungi // J. Bionanosci. 2019. V. 9. P. 296–301.Andreolli M., Lampis S., Brignoli P., Vallini G. Trichoderma longibrachiatum Evx1 is a fungal biocatalyst suitable for the remediation of soils contaminated with diesel fuel and polycyclic aromatic hydrocarbons // Environ. Sci. Pollut. Res. Int. 2016. V. 23. P. 9134–9143.Asemoloye M.D., Ahmad R., Jonathan S.G. Synergistic action of rhizospheric fungi with Megathyrsus maximus root speeds up hydrocarbon degradation kinetics in oil polluted soil // Chemosphere. 2017. V. 187. P. 1–10. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2017.07.158Bezalel L., Hadar Y., Cerniglia C. Enzymatic mechanisms involved in phenanthrene degradation by the white rot fungus Pleurotus ostreatus // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 2495–2501.Hassan E.O., Shoala T., Attia A.M.F., Badr O.A.M., Mahmoud S.Y.M., Farrag E.S.H., EL-Fiki I.A.I. Chitosan and nano-chitosan for management of Harpophora maydis: approaches for investigating antifungal activity, pathogenicity, maize-resistant lines, and molecular diagnosis of plant infection // J. Fungi. 2022. V. 8. Art. 509. https://doi.org/10.3390/jof8050509Hernández-López N.A., Plascencia‐Jatomea M., Del‐Toro‐Sánchez C.L., López‐Saiz C.M., Morales-Rodríguez S., Martínez‐Téllez M.Á., Quintana-Obregón E.A. Antifungal activity of nanochitosan in Colletotrichum musae and Colletotrichum chrysophillum // Polysaccharides. 2025. V. 6. Art. 4. https://doi.org/10.3390/polysaccharides6010004Ing L.Y., Zin N.M., Sarwar A., Katas H. Antifungal activity of chitosan nanoparticles and correlation with their physical properties // Int. J. Biomater. 2012. V. 2012. Art. 632698. https://doi.org/10.1155/2012/632698Jiménez-Pérez O., Gallegos‐Morales G., Castro del Ángel E., Hernández-Castillo F.D., Castillo-Reyes F. Fungicidal activity of chitosan in synergy with Trichoderma harzianum and Bacillus subtilis for the control of chili wilt disease // Agrociencia. 2025. V. 59. Art. 3059. http://dx.doi.org/10.47163/agrociencia.v59i1.3059Khambhaty Y., Ananth S., Sreeram K.J., Rao J.R., Nair B.U. Dual utility of a novel, copper enhanced laccase from Trichoderma aureoviridae // Int. J. Biol. Macromol. 2015. V. 81. P. 69–75.Kong M., Chen X.G., Xing K., Park H.J. Antimicrobial properties of chitosan and mode of action: a state of the art review // Int. J. Food Microbiol. 2010. V. 144. P. 51–63.Li W., Huang W., Zhou J.-Y., Wang J.-J., Liu J., Li Y. Evaluation and control of Alternaria alternata causing leaf spot in soybean in Northeast China // J. Appl. Microbiol. 2023. V. 134. Art. lxad004. https://doi.org/10.1093/jambio/lxad004Luangtana-Anan M., Nunthanid J., Limmatvapirat S. Potential of different salt forming agents on the formation of chitosan nanoparticles as carriers for protein drug delivery systems // J. Pharm. Investig. 2019. V. 49. P. 37–44.Lugovitskaya T.N., Shipovskaya A.B., Shmakov S.L., Shipenok X.M. Formation, structure, properties of chitosan aspartate and metastable state of its solutions for obtaining nanoparticles // Carbohydr. Polym. 2022. V. 277. Art. 118773. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2021.118773Mahoney A.K., Babiker E.M., Paulitz T.C., See D.R., Okubara P.A., Hulbert S.H. Characterizing and mapping resistance in synthetic-derived wheat to rhizoctonia root rot in a green bridge environment // Phytopathol. 2016. V. 106. P. 1170–1176.Malinkina O.N., Shmakov S.L., Shipovskaya A.B. Structure, the energy, sorption and biological properties of chiral salts of chitosan with Land D-ascorbic acid // Int. J. Biol. Macromol. 2024. V. 257. Part 2. Art. 128731. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2023.128731Maluin F.N., Hussein M.Z. Chitosan-based agronanochemicals as a sustainable alternative in crop protection // Molecules. 2020. V. 25. Art. 1611. https://doi.org/10.3390/molecules25071611Manikandan A., Sathiyabama M. Preparation of chitosan nanoparticles and its effect on detached rice leaves infected with Pyricularia grisea // Int. J. Biol. Macromol. 2016. V. 84. P. 58–61.Mendez-Liter J., de Eugenio L.I., Nieto-Dominguez M., Prieto A., Martinez M.J. Hemicellulases from Penicillium and Talaromyces for lignocellulosic biomass valorization: a review // Bioresour. Technol. 2021. V. 324. Art. 124623. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2020.124623Nguyen T.K.A., Ho M.N., Tran G.-B. Fungicidal activities of chitosan-stabilized copper nanoparticles on Magnaporthe oryzae, Rhizoctonia solani, and Phytophthora capsica // Nova Biotechnol. Chim. 2023. V. 22. Art. e1656. http://dx.doi.org/10.34135/nbc.1656Oh J.-W., Chun S.C., Chandrasekaran M. Preparation and in vitro characterization of chitosan nanoparticles and their broad-spectrum antifungal action compared to antibacterial activities against phytopathogens of tomato // Agronomy. 2019. V. 9. Art. 21. http://dx.doi.org/10.3390/agronomy9010021Pozdnyakova N., Muratova A., Bondarenkova A., Turkovskaya O. Degradation of a model mixture of PAHs by bacterial-fungal co-cultures // Front. Biosci. (Elite Ed). 2023. V. 15. Art. 26. https://doi.org/10.31083/j.fbe1504026Poznanski P., Hameed A., Orczyk W. Chitosan and chitosan nanoparticles: parameters enhancing antifungal activity // Molecules. 2023. V. 28. Art. 2996. https://doi.org/10.3390/molecules28072996Regalado V., Rodriguez A., Perestelo F., Carnicero A., de la Fuente G., Falcon M. Lignin degradation and modification by the soil-inhabiting fungus Fusarium proliferatum // Appl. Environ. Microbiol. 1997. V. 63. P. 3716–3718.Ryley M.J., Thompson S., Harveson R.M., Gulya T.J., Block C.C., Mathew F.M., Markell S.G. Sunflower head rot diseases: Botrytis head rot and bacterial head rot // Plant Health Prog. Diagnostic Guide. 2025. V. 26. http://dx.doi.org/10.1094/PHP-08-24-0077-DGSahab A., Waly A., Sabbour M., Nawar L.S. Synthesis, antifungal and insecticidal potential of Chitosan (CS)-g-poly (acrylic acid)(PAA) nanoparticles against some seed borne fungi and insects of soybean // Int. J. Chem. Tech. Res. 2015. V. 8. P. 589–598.Saharan V., Mehrotra A., Khatik R., Rawal P., Sharma S.S., Pal A. Synthesis of chitosan based nanoparticles and their in vitro evaluation against phytopathogenic fungi // Int. J. Biol. Macromol. 2013. V. 62. P. 677‒683.Shih P.-Yu, Liao Yu-T., Tseng Yi-K., Deng Fu-S., Lin C.-H. A potential antifungal effect of chitosan against Candida albicans is mediated via the inhibition of saga complex component expression and the subsequent alteration of cell surface integrity // Front. Microbiol. 2019. V. 10. Art. 602. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.00602Shipenok X.M., Mazhikenova A.M., Glukhovskoy E.G., Shipovskaya A.B. Phase separation of L-menthol an aqueous dispersion of biologically active nanoparticles of chitosan Land D-aspartate // J. Biomed. Photon. Eng. 2024. V. 10. P. 040316-1‒040316-7.Shipovskaya A.B., Ushakova O.S., Volchkov S.S., Shipenok X.M., Shmakov S.L., Gegel N.O., Burov A.M. Chiral nanostructured glycerohydrogel sol–gel plates of chitosan Land D-aspartate: supramolecular ordering and optical properties // Gels. 2024. V. 10. Art. 427. https://doi.org/10.3390/gels10070427Thion C., Cebron A., Beguiristain T., Leyval C. Inoculation of PAH-degrading strains of Fusarium solani and Arthrobacter oxydans in rhizospheric sand and soil microcosms: Microbial interactions and PAH dissipation // Biodegradation. 2013. V. 24. P. 569‒581.Xing K., Shen X., Zhu X., Ju X., Miao X., Tian J., Feng Z., Peng X., Jiang J., Qin S. Synthesis and in vitro antifungal efficacy of oleoyl-chitosan nanoparticles against plant pathogenic fungi // Int. J. Biol. Macromol. 2016. V. 82. P. 830‒836.Younes I., Sellimi S., Rinaudo M., Jellouli K., Nasri M. Influence of acetylation degree and molecular weight of homogeneous chitosans on antibacterial and antifungal activities // Int. J. Food Microbiol. 2014. V. 185. P. 57‒63.Zare R., Gams W. Lecanicillium aphanocladii // IMI Descriptions of Fungi and Bacteria. 2003. V. 1563. № 157. P. 1‒2. http://dx.doi.org/10.1079/DFB/20056401563