MicrobiologyMicrobiologyМикробиология0026-36563034-5464The Russian Academy of Sciences69875410.7868/S3034546425060093EXPERIMENTAL ARTICLESЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИResearch ArticleMolecular Analysis of Phylogenetic Diversity of Halophilic Methylotrophic Bacterial CommunitiesМОЛЕКУЛЯРНЫЙ АНАЛИЗ ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКОГО РАЗНООБРАЗИЯ ГАЛОФИЛЬНЫХ МЕТИЛОТРОФНЫХ БАКТЕРИАЛЬНЫХ СООБЩЕСТВ1ShustovaM. N.ШустоваМ. Н.email@example.comKocharovskayaYu. N.КочаровскаяЮ. Н.email@example.comDeleganYa. A.ДелеганЯ. А.email@example.comKaparullinaE. N.КапаруллинаЕ. Н.lenokap80@gmail.comDoroninaN. V.ДоронинаН. В.email@example.comG.K. Skryabin Institute of Biochemistry and Physiology of Microorganisms, Russian Academy of Sciences, Federal Research Center "Pushchino Scientific Center for Biological Research of the Russian Academy of Sciences"Институт биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина Российской академии наук, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”Pushchino branch of the Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education "Russian Biotechnological University (ROSBIOTECH)"Пущинский филиал федерального государственного бюджетного образовательного учреждения высшего образования “Российский биотехнологический университет (РОСБИОТЕХ)”Ivanovsky Academy of Biology and Biotechnology, Southern Federal UniversityЮжный Федеральный университет, Академия биологии и биотехнологии им. Д.И. Ивановского16122025946VOL 94, NO6 (2025)ТОМ 94, №6 (2025)59460416122025Copyright ©; 2025, Russian Academy of SciencesCopyright ©; 2025, Российская академия наук2025Russian Academy of SciencesРоссийская академия наукhttps://snv63.ru/0026-3656/article/view/698754

The composition of four stable halophilic methylotrophic bacterial communities (3Sol, GBL, SBL, 8sh_L) formed in laboratory conditions as a result of long-term periodic cultivation on a mineral medium with methanol of water samples from salt lakes Dunino (Orenburg oblast), Bolshoe Medvezhye, and Maloe Medvezhye (Kurgan oblast), as well as the Indian Ocean, was studied by the 16S rRNA gene metabarcoding method. Bioinformatics analysis was used to obtain 35892 reads, which were grouped into 105 amplified sequence variants (ASVs). It was shown that representatives of the family Methylophagaceae, methylotrophs of the genus Methylophaga prevailed in all four halophilic methylotrophic communities, and representatives of the family Halomonadaceae, bacteria of the genera Vreelandella and Halomonas prevailed among the associated halophilic heterotrophic microorganisms. Methylotrophic strains of the studied communities were represented by uncultured bacteria, probably metabolically associated with heterotrophs. The strain Vreelandella titanicae was isolated from the 3Sol methylotrophic community and studied in an artificial association with the methylotroph Methylophaga marina VKM B-2056T.

Методом метабаркодирования генов 16S рРНК исследован состав четырех устойчивых галофильных метилотрофных бактериальных сообществ (3Sol, GBL, SBL, 8sh_L), сформировавшихся в лабораторных условиях в результате длительного периодического культивирования на минеральной среде с метанолом образцов вод соленых озер — Дунино (Оренбургская область), Большого Медвежьего и Малого Медвежьего (Курганская область), а также Индийского океана. С помощью биоинформатического анализа получено 35892 прочтения, которые были сформированы в 105 амплифицированных вариантов последовательностей (ASVs). Показано, что во всех четырех галофильных метилотрофных сообществах преобладали представители семейства Methylophagaceae, метилотрофы рода Methylophaga, а среди ассоциированных с ними галофильных гетеротрофных микроорганизмов преобладали представители семейства Halomonadaceae, бактерии родов Vreelandella и Halomonas. Метилотрофные штаммы исследуемых сообществ представлены некультивируемыми бактериями, вероятно, метаболически связанными с гетеротрофами. Из сообщества 3Sol выделен штамм Vreelandella titanicae, который изучен в искусственной ассоциации с метилотрофом Methylophaga marina BKM B-2056T.

methylotrophsheterotrophshalophilic methylotrophic communitiesmetabarcoding of 16S rRNA genesметилотрофыгетеротрофыгалофильные метилотрофные сообществаметабаркодирование генов 16S рРНКThe work was carried out within the framework of state assignment FMRM-2022-0019.Работа выполнена в рамках государственного задания FMRM- 2022-0019.Доронина Н.В., Торгонская М.Л., Федоров Д.Н., Троценко Ю.А. Аэробные метилобактерии – перспективные объекты современной биотехнологии (обзор) // Прикл. биохимия и микробиология. 2015. Т. 51. С. 111–121.Doronina N.V., Torgonskaya M.L., Fedorov D.N., Trotsenko Y.A. Aerobic methylobacteria as promising objects of modern biotechnology (review) // Appl. Biochem. Microbiol. 2015. V. 51. P. 125–134.Курочкин В.Ю., Федоров А.А., Хорошавина Е.И., Волкова Н.А. Природные ресурсы озера Медвежье Курганской области, вопросы их формирования, комплексного использования и охраны // Курортная медицина. 2014. № 4. С. 8–13.Равин Н.В., Марданов А.В., Скрябин К.Г. Метагеномика как инструмент изучения “некультивируемых” микроорганизмов // Генетика. 2015. T. 51. C. 519–528Ravin N.V., Mardanov A.V., Skryabin K.G. Metagenomics as a tool for the investigation of uncultured microorganisms // Russ. J. Gen. 2015. V. 51. P. 431–439.Селиванова Е.А., Пошвина Д.В., Хлопко Ю.А., Гоголева Н.Е., Плотников А.О. Разнообразие прокариот в планктонных сообществах соленых Соль-Илецких озер (Оренбургская область) // Микробиология. 2018. Т. 87. С. 432–447.Selivanova E.A., Poshvina D.V., Khlopko Y.A., Plotnikov A.O., Gogoleva N.E. Diversity of prokariotes in planktonic communities of saline Sol-Iletsk lakes (Orenburg oblast, Russia) // Microbiology (Moscow). 2018. Т. 87. P. 569–582.Шмарева М.Н., Доронина Н.В., Тарлачков С.В., Василенко О.В., Троценко Ю.А. Галоалкалофильный метилотроф выделенный из содового озера Хилганта (Южное Забайкалье, Республика Бурятия) // Микробиология. 2018. Т. 87. С. 23–36.Shmareva M.N., Doronina N.V., Tarlachkov S.V., Vasilenko O.V., Trotsenko Y.A. Methylophaga muralis Bur 1, a halophilic methylotroph isolated from the Khilganta soda lake (Southern Transbaikalia, Buryat republic) // Microbiology (Moscow). 2018. V. 87. P. 33–46.Ahmad T., Ishaq S.E., Liang L., Xie R., Wang Y., Wang F. A diffusion-based integrative approach for culturing previously uncultured bacteria from marine sediments // Marine Life Sci. Technol. 2024. P. 1–12. https://doi.org/10.1007/s42995-024-00240-2Arahal D.R., Ludwig W., Schleifer K.H., Ventosa A. Phylogeny of the family Halomonadaceae based on 23S and 165 rDNA sequence analyses // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. V. 52. P. 241–249.Benjamin J.C., Paul J.M., Michael J.R., Andrew W.H., Amy J.A.J., Susan P.H. Dada2: high-resolution sample inference from Illumina amplicon data // Nature Meth. 2016. V. 13. P. 581–583.Boden R. Emended description of the genus Methylophaga Janvier et al. 1985 // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2012. V. 62. P. 1644–1646.Bokulich N.A., Kaehler B.D., Rideout J.R., Dillon M., Bolyen E., Knight R., Huttley G.A., Caporaso J.G. Optimizing taxonomic classification of marker-gene amplicon sequences with QIIME 2’s q2-feature-classifier plugin // Microbiome. 2018. V. 6. P. 1–17. https://doi.org/10.1186/s40168-018-0470-zBolyen E., Rideout J.R., Dillon M.R., et al. Reproducible, interactive, scalable and extensible microbiome data science using QIIME 2 // Nat. Biotechnol. 2019. V. 37. P. 852–857.Chistoserdova L. Methylotrophy in a lake: from metagenomics to single-organism physiology // Appl. Env. Microbiol. 2011. V. 77. P. 4705‒4711.Doronina N.V., Poroshina M.N., Kaparullina E.N., Ezhov V.A., Trotsenko Y.A. Methyloligella halotolerans gen. nov., sp. nov. and Methyloligella solikamskensis sp. nov., two non-pigmented halotolerant obligately methylotrophic bacteria isolated from the Ural saline environments // Syst. Appl. Microbiol. 2013. V. 36. P. 148–154.Doronina N.V., Shmareva M.N, Kaparullina E.N., Vasilenko O.V., Tarlachkov S.V., Trotsenko Y.A. Reclassification of Methylarcula marina Doronina et al. 2000 as Paracoccus methylarcula nom. nov. // Microbiology (Moscow). 2020. V. 89. P. 197–204.Grice E.A., Kong H.H., Conlan S., Deming C.B., Davis J., Young A.C., NISC Comparative Sequencing Program, Bouffard G.G., Blakesley R.W., [...], Segre J.A. Topographical and temporal diversity of the human skin microbiome // Science. 2009. V. 324. P. 1190–1192.Kalyuzhnaya M.G., Lapidus A., Ivanova N., Copeland A.C., McHardy A.C., Szeto E., Salamov A., Grigoriev I.V., Suciu D., Levine S.R., Markowitz V.M., Rigoutsos I., Tringe S.G., Bruce D.C., Richardson P.M., Lidstrom M.E., Chistoserdova L. High-resolution metagenomics targets specific functional types in complex microbial communities // Nat. Biotechnol. 2008. V. 26. P. 1029–1034.Kolberg J., Busse H.J., Wilke T., Schubert P., Kämpfer P., Glaeser S.P. Mesonia hippocampi sp. nov., isolated from the brood pouch of a diseased Barbour’s Seahorse (Hippocampus barbouri) // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2015. V. 65. P. 2241–2247.Kumar R., Mishra A., Jha B. Bacterial community structure and functional diversity in subsurface seawater from the western coastal ecosystem of the Arabian Sea, India // Gene. 2019. V. 701. P. 55–64.Lahti L., Shetty S. Tools for microbiome analysis in R. Version 2.1. 26 // Bioc Package. 2017.Lin K.Y., Sheu S.Y., Chang P.S., Cho J.C., Chen W.M. Oceanicola marinus sp. nov., a marine alphaproteobacterium isolated from seawater collected off Taiwan // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57. P. 1625–1629.Liu J.J., Zhang X.Q., Pan J., Sun C., Zhang Y., Li C.Q., Zhu X.F., Wu M. Aequorivita viscosa sp. nov., isolated from an intertidal zone, and emended descriptions of Aequorivita antarctica and Aequorivita capsosiphonis // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2013. V. 63. P. 3192–3196.Lu J., Salzberg S.L. Ultrafast and accurate 16S rRNA microbial community analysis using Kraken 2 // Microbiome. 2020. V. 8. Art. 124. https://doi.org/10.1186/s40168-020-00900-2McMurdie P.J., Holmes S. phyloseq: an R package for reproducible interactive analysis and graphics of microbiome census data // PloS One. 2013. V. 8. Art. e61217. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0061217Malygina E.V., Imidoeva N.A., Morgunova M.M., Dmitrieva M.E., Belyshenko A.Y., Vlasova A.A., Shelkovnikova V.N., Telnova T.Y., Konovalov A.S., Axenov-Gribanov D.V. First report on truffle-inhabiting fungi and metagenomic communities of Tuber aestivum collected in Russia // J. Exper. Biol. Agricult. Sci. 2024. V. 12. P. 16–35.Martin M. Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads // EMBnet J. 2011. V. 17. P. 10–12.Neufeld J.D., Schäfer H., Cox M.J., Boden R., McDonald I.R., Murrell J.C. Stable-isotope probing implicates Methylophaga spp and novel Gammaproteobacteria in marine methanol and methylamine metabolism // ISME J. 2007. V. 1. P. 480–491.Poroshina M.N., Trotsenko Y.A., Doronina N.V. Methylobrevis pamukkalensis gen. nov., sp. nov., a halotolerant restricted facultative methylotroph isolated from saline water // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2015. V. 65. P. 1321–1327.Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 1987. V. 4. P. 406–425.Schornsteiner E., Mann E., Bereuter O., Wagner M., Schmitz-Esser S. Cultivation-independent analysis of microbial communities on Austrian raw milk hard cheese rinds // Int. J. Food Microbiol. 2014. V. 180. P. 88–97.Schäfer H. Isolation of Methylophaga spp. from marine dimethylsulfide-degrading enrichment cultures and identification of polypeptides induced during growth on dimethylsulfide // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 2580–2591.Sorokin D.Y., Trotsenko Y.A., Doronina N.V., Tourova T.P., Galinski E.A., Kolganova T.V., Muyzer G. Methylohalomonas lacus gen. nov., sp. nov. and Methylonatrum kenyense gen. nov., sp. nov., methylotrophic gammaproteobacteria from hypersaline lakes // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. V. 57. P. 2762–2769.Tamura K., Stecher G., Peterson D., Filipski A., Kumar S. MEGA6: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 6.0 // Mol. Biol. Evol. 2013. V. 30. P. 2725–2729.Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F., Jeanmougin F., Higgins D.G. The CLUSTAL_X windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4876–4882.Vandecandelaere I., Segaert E., Mollica A., Faimali M., Vandamme P. Leisingera aquimarina sp. nov., isolated from a marine electroactive biofilm and emended description of Leisingera methylohalidovorans Schaefer et al. 2002, Phaeobacter daeponensis Yoon et al. 2007 and Phaeobacter inhibens Martens et al. 2006 // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. V. 58. P. 2788–2793.Villeneuve C., Martineau C., Mauffrey F., Villemur R. Methylophaga nitratireducenticrescens sp. nov. and Methylophaga frappieri sp. nov., isolated from the biofilm of the methanol-fed denitrification system treating the seawater at the Montreal Biodome // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2013. V. 63. P. 2216–2222.Quast C., Pruesse E., Yilmaz P., Gerken J., Schweer T., Yarza P., Peplies J., Glöckner F.O. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools // Nucleic Acids Res. 2012. V. 41. D1. P. D590–D596.Wei T.T., Zhang R.Y., Quan Z.X. Methylophaga pinxianii sp. nov., isolated from the Mariana Trench // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2022. V. 72. Art. 005414.Wickham H., Averick M., Bryan J., Chang W., McGowan L.D., François R., Grolemund G., Hayes A., Henry L., Hester J., Kuhn M., Pedersen T.L., Miller E., Bache S.M., Müller K., Ooms J., Robinson D., Seidel D.P., Spinu V., Takahashi K., Vaughan D., Wilke C., Woo K., Yutani H. Welcome to the Tidyverse // J. Open Source Software. 2019. V. 4. № 43. Art. 1686. http://dx.doi.org/10.21105/joss.01686Wickham H., Sievert C. ggplot2: elegant graphics for data analysis. New York: Springer, 2009. V. 10. P. 978–980.Willis A., Bunge J., Whitman T. Improved detection of changes in species richness in high diversity microbial communities // J. Royal Statist. Soc. Ser. C: Applied Statistics. 2017. V. 66. P. 963–977.Wood D.E., Salzberg S.L. Kraken: ultrafast metagenomic sequence classification using exact alignments // Genome Biol. 2014. V. 15. Art. R46. https://doi.org/10.1186/gb-2014-15-3-r46